Цикл триглицеридов позволяет модифицировать накопленные жирные кислоты

Блог

ДомДом / Блог / Цикл триглицеридов позволяет модифицировать накопленные жирные кислоты
Отправьте запрос
ПРЕДСТАВЛЯТЬ НА РАССМОТРЕНИЕ

Oct 21, 2023

Цикл триглицеридов позволяет модифицировать накопленные жирные кислоты

Природный метаболизм, том 5,

Природный метаболизм, том 5, страницы 699–709 (2023 г.) Процитировать эту статью

9333 Доступа

2 цитаты

196 Альтметрика

Подробности о метриках

Цикл триглицеридов — это процесс непрерывной деградации и повторного синтеза триглицеридов в клеточных хранилищах. Мы показываем в адипоцитах 3T3-L1, что триглицериды подвержены быстрому обмену и перегруппировке жирных кислот с предполагаемым периодом полураспада 2–4 часа. Мы разрабатываем технологию отслеживания, которая может одновременно и количественно отслеживать метаболизм нескольких жирных кислот для непосредственного изучения бесполезного субстратного цикла триглицеридов с разрешением молекулярных видов. Наш подход основан на использовании индикаторов алкиновых жирных кислот и масс-спектрометрии. Цикл триглицеридов связан с модификацией высвобождаемых жирных кислот путем элонгации и десатурации. В результате циклического изменения и модификации насыщенные жирные кислоты медленно превращаются в мононенасыщенные жирные кислоты, а линолевая кислота — в арахидоновую кислоту. Мы пришли к выводу, что цикл триглицеридов делает накопленные жирные кислоты доступными для метаболических изменений. Весь процесс способствует клеточной адаптации накопленного пула жирных кислот для удовлетворения меняющихся потребностей клетки.

Цикл триглицеридов/жирных кислот (ТГ/ЖК) – это процесс частичного или полного расщепления накопленного жира с высвобождением свободных жирных кислот, которые впоследствии используются для повторного синтеза новой молекулы ТГ. С одной стороны, это может происходить на уровне всего организма, где свободные жирные кислоты, высвобождаемые из жировой ткани, могут реэтерифицироваться до ТГ в печени, что приводит к перераспределению запасенной энергии в организме1. С другой стороны, он также происходит внутриклеточно, как типичный «бесполезный» субстратный цикл, который потребляет энергию без чистого синтеза биологического материала2. Внутриклеточный цикл субстратов в целом является научной задачей как концептуально, так и экспериментально. С концептуальной стороны вопрос заключается в том, могут ли полезные эффекты циклов субстратов перевесить энергетические затраты или цикличность субстратов является неизбежным несовершенством сложных сетей. Ранние исследования циклирования TG/FA подчеркивали его регулирующую роль, в частности, в адаптации к быстрым изменениям в потреблении энергии3,4, тогда как энергетические затраты цикла считались небольшими5. Однако в последние годы растущий интерес к циклу возник из-за идеи о том, что он может существенно способствовать термогенезу в жировой ткани6,7. Лучшее понимание термогенных путей может привести к новым стратегиям влияния на расход энергии, что, возможно, будет полезно в борьбе с глобальной пандемией ожирения8,9.

Ограничения экспериментальной технологии являются основным препятствием на пути к лучшему пониманию цикличности ТГ/ФК. При использовании традиционной изотопной маркировки точное и прямое определение скорости и путей цикла является проблемой для отслеживания метаболизма, поскольку продукты и продукты могут стать неразличимыми уже после одного цикла цикла (рис. 1а). Поэтому существующие методы изучения цикличности ТГ/ЖК являются весьма косвенными. Ратиометрические определения включения [3H]ФК и [14C]глюкозы с параллельным определением высвобождения глицерина10 или аналогичные стратегии со стабильными изотопами3 дали информацию о степени этерификации и реэтерификации ЖК, на основе которой можно было сделать вывод о циклировании, по крайней мере, в относительном выражении. В других методах используется маркировка [2H]H2O или [18O]H2O. Обогащение этих изотопов ТГ дало информацию об общем синтезе и обороте ТГ11. Тем не менее, эксперимент по прямому отслеживанию, показывающий, что определенный клеточный пул 1 ТГ приведет к образованию нового пула 2 за счет повторного использования ЖК пула 1, как показано на рис. 1b, отсутствует. Это потребует эксперимента по мечению с комплексным многопараллельным отслеживанием всех возможных меченых молекул ТГ, что является огромной технической проблемой. Недавно мы разработали технологию отслеживания на основе меченных алкинами ЖК с помощью репортеров клик-химии и масс-спектрометрии (МС)12,13. Он сочетает в себе все функции, необходимые для изучения циклирования ТГ/ЖК: высокую чувствительность, однозначную специфичность и, в частности, простоту распознавания одно- и многомеченых видов липидов12.

200 species. Over the chase period, we found a massive increase in single-labelled TG;Y1 species, in particular those containing long-chain FA;Ys (Fig. 4a), with a concomitant strong decrease of all three FA;Ys in double- and triple-labelled TG;Yn species (Fig. 4b,c). This behaviour can also directly be seen in the original spectra that visualize the alkyne-labelled neutral lipids by their neutral loss (NL) of 73.1 m/z (Extended Data Fig. 5). The kinetics of these decreases were different for double- and triple-labelled TG;Yn species. After 6 h, 46.7 ± 4.1% of the initial TG;Y2 was still present (Fig. 4b), in contrast to 36.5 ± 3.5% of the initial TG;Y3 (Fig. 4c). Regarding the decrease in TG;Y3, there was very little relative difference between the three input FA;Ys; regarding TG;Y2, the medium-chain FA;Y decreased slightly faster (residual amount after 6 h: FA 11:0;Y, 44.0%; FA 16:0;Y, 47.6%; FA 18:2;Y, 49.0%) than the two long-chain tracers. For all three FA;Ys together, the data were plotted as the fraction of total FA;Y that is found in TG;Y1, TG;Y2 and TG;Y3 (Fig. 4d). They demonstrate the re-distribution of FA;Y from triple- and double-labelled species towards single-labelled TG;Y1. TG cycling is the only consistent explanation for this observation. The most simple cycle would consist of TG hydrolysis yielding DG + FA and subsequent re-acylation to TG (Fig. 4e). The top row shows the situation after the 1-h labelling period. During the pulse labelling, the input FA;Ys (red) are a major fraction of the total FA that is used for TG synthesis, resulting in a large fraction of multi-labelled TG species. In numbers, the labelled TG;Yn pool contained 94 pmol of TG;Y3, 1,017 pmol of TG;Y2 and 3,030 pmol of TG;Y1 at the end of the pulse, provided as black numbers above the top symbols (Fig. 4e). Further, there is the unlabelled pool of endogenous TG of 138,000 ± 7,000 pmol, as obtained from lipidomics of unlabelled TG in the same samples. Following a theoretical binominal equilibration, the dilution of label can be calculated (blue numbers) for one complete TG → DG → TG cycle, predicting a 55% decrease of TG;Y2 and a 45% increase in TG;Y1, which is close to the situation at the 6-h chase time. Figure 4f shows an alternative way of representing the data. The lines represent the theoretical binominal distribution of total FA;Y over the three classes of TG;Yn, as a function of the fraction of FA;Y in the total FA of the TG pool. For each of the four experimental time points, we now determined the position of the data along the x axis that would best fit a binominal distribution. For the pulse alone, this results in a total fraction of FA;Y in total synthesized TG;Yn of 26%. This number indicates that during the labelling period, the labelled FA;Y contributed 26% of all FAs that were acylated to TG. In the absence of TG cycling, the relative amounts of the three labelled TG;Yn species would stay constant over time. However, the experimental data indicate that, with increasing chase time, the labelled FA;Y spreads from the small original pool to increasing pool sizes corresponding to 12%, 5% and 3.5% label content. This cycling-dilution process also explains why TG;Y3 disappeared faster than TG;Y2. Unless TG-degrading enzymes could sense the number of triple bonds in a TG species, for which there is no indication so far, both TG;Y2 and TG;Y3 would be degraded at the same rate. The apparent differences in the degradation kinetics are due to the different statistics of the re-acylation of DG;Y1 and DG;Y2 to TG;Y2 and TG;Y3, respectively. Quantitatively, these data indicated that the 6-h chase time corresponded to about 1.5 t1/2, suggesting a t1/2 of about 4 h. We next asked whether the observed cycling depends on a specific FA label combination and whether the alkyne label as such might be the cause of the cycling phenomenon (Fig. 4g–j). Therefore, we performed a pulse-chase experiment as described above, but with different FA combinations, that is, FA 11:0;Y/16:0;Y/18:2;Y (Fig. 4g) or FA 16:0;Y/18:2;Y/19:1;Y (Fig. 4i). The FA 19:1;Y has previously been used in hepatocytes12,13 and is a good analogue of oleic acid. The latter FA combination is a close mimic of the natural FA composition of the cells under study regarding chain length and double bond count (see Supplementary Table 1 for a detailed analysis of average C-atom and double bond numbers for the labelling experiments shown in Fig. 4g–j). Comparison of data from both FA combinations (Fig. 4g,i) shows that the cycling is independent of the presence of a medium-chain FA and takes place with very similar kinetics. Please note that these experiments have a higher kinetic time resolution and confirm the kinetics of the previous experiment. We also performed analogous pulse-chase experiments using isotope-labelled FA rather than alkyne-labelled FA. Combinations were FA 11:0[D3]/16:0[13C16]/18:2[13C18] (Fig. 4h) and FA 16:0[13C16]/18:2[13C18]/19:1[D8] (Fig. 4j). The analysis of isotope-labelled samples is demanding because isotope labelling lacks the superior analytical sensitivity and specificity hallmarking the alkyne tracers. As an illustration, Extended Data Figs. 6 and 7 show a comparison of primary spectra from the experiments in Fig. 4g,h. Alkyne-labelled TG species separate well from the bulk of unlabelled material (Extended Data Fig. 6a,b), and closer inspection indicates that the major labelled species are the same as the dominant endogenous species (see annotated spectrum in Supplementary Spectrum 1). In contrast, it is unavoidable that the isotope-labelled TGs become part of the crowded region of m/z 700–900 (Extended Data Fig. 7a). At least the peak of the dominant labelled TG 43:1 could be directly identified in the mixture, but the other species were not visually identifiable. An equivalent of the NL73 search for alkyne-labelled species does not exist for the isotope-labelled species, but the TGs that contained the labelled FA 11:0[D3] could be identified using an NL search for the loss of that FA together with ammonia, that is, at NL m/z 206.2. Such analysis was performed (Extended Data Fig. 7b) and yielded a reasonable spectrum. An equivalent LipidXplorer search algorithm was then used to identify and quantify the labelled TGs. Corresponding searches were also performed for the other isotope-labelled FAs. Although this is necessary to achieve the required specificity, it means that each group of isotope-labelled TGs is quantified by a different neutral loss, in contrast to the uniform quantification of the alkyne-labelled species, introducing a possible quantitative bias in the data. Finally, we could identify 105 isotope-labelled TG species (versus 270 alkyne-labelled TG species), just enough for calculations for single-, double- and triple-labelled TGs (Fig. 4h,j). These data showed that TG cycling takes place in the same way and with comparable kinetics for isotope- and alkyne-labelled species./p>